《标本采集运送手册》2020

（6） 标本采集的日期和时间。

4. 严格无菌操作：严格执行无菌操作，避免标本被污染。盛放标本的容器须经灭菌处理。灭菌宜采用压力蒸汽等物理灭菌方法，不得使用化学消毒剂灭菌。采集无菌标本时应注意对局部及周围皮肤的消毒。如使用消毒液消毒皮肤，须作用一定时间，待其干燥后采样。

微生物标本运送的基本原则

1. 运送时间：所有标本采集后都应尽快送往实验室，多数标本应在2小时内送达。有些样本量小的标本应在采样后 15-30分钟内送达。实验室应与临床共同设计标本采样和送检的流程，在人力、物力上保证标本可按要求送达实验室。

2. 保证必要的运送条件：不同种类的标本因检测的目标致病微生物不同，对标本保存和运送的环境条件有不同的要求（详见附表）。对温度敏感的细菌如脑膜炎奈瑟菌、淋病奈瑟菌和流感嗜血杆菌等应保温并立即送检。

标本运输通用原则

注：尽量不采用拭子送检标本，一定要用拭子的，应采用运送拭子。

标本的采集部位、时机和方法

1. 在抗微生物药物治疗之前或者在起始治疗后立即采集标本，治疗中为评估治疗效果或治疗后为评估结局可以进行相采样。

2. 应当尽快在疾病初发时采集首份标本。

3. 须避免感染部位周围以及感染部位附近皮肤或黏膜定植菌群的污染。

4. 对于有多种细菌定植的部位，宜选择合适的方法检验特定的病原菌，并防止非致病定植菌群的污染。

5. 检验呼吸道病毒宜采用植绒拭子采集鼻咽标本。

6. 普通拭子标本不宜用于厌氧菌培养。

7. 除了血液标本外，其他所有标本进行厌氧培养前均应进行革兰染色（粪便艰难梭菌培养除外）。

8. 无菌体液（例如胸水、滑膜液、心包液和脑脊液）宜放入无菌管或含抗凝剂（注意某些抗凝剂对一些细菌有抑制作用，如果使用，则需告知临床其中的影响）的无菌管送检，也可注入一定量（最好10mL）的样品到血培养瓶中进行增菌培养；怀疑细菌或真菌感染时，除了血液标本之外，所有无菌体液标本均宜进行革兰染色镜检。

9. 外科手术标本，宜送液体或组织做涂片和培养，拭子标本仅用于特殊情况。

10. 采集静脉血时，应首先采集血培养标本，再采集用于其他检验的标本。

11. 不宜送检或接收导尿管的管尖进行培养。

12. 真菌培养宜采集深部标本或组织标本。

13. 做病毒血清学检验时，宜根据不同病毒选择不同的采集时间和抗体类型；发病早期通常检验病毒特异的IgM抗体；而对恢复期患者，在疾病急性发作和发作后间隔2周~4周采集双份血清，检验IgG抗体。

14. 特殊情况下（如怀疑厌氧菌感染时）可以考虑床旁采样。

15. 标本采集须符合生物安全规定。

16. 特定解剖部位中适合/不适合普通细菌培养的标本类型见表1，厌氧培养的标本类型见表2。

l 标本采集量

（1） 采集足够量的标本用于常规细菌学检验，至少送检0.5L或者0.5g（除外特殊标本）。当送检标本体积不足时，与临床沟通，并根据医嘱选择优先检验项目。脑脊液标本通常2mL~5mL；胸水和腹水10mL；BALF10mL~20mL（≥5mL）；脓液2mL~5mL；羊水、胆汁、关节穿刺液、心包液、胸水、滑膜液大于1mL；腹透液50mL；眼前房液大于0.1mL，玻璃体洗液大于1mL。

（2） 采集足够量的标本用于病毒学检验，特别是液体标本（如脑脊液和血液），并严格遵照临床标准的流程操作。脑脊液标本通常2mL~5mL，血液3mL~5mL；

（3） 宜采集大体积量的标本用于常规真菌学检验。

l 标本标识

标签宜由放入冰箱后仍能粘牢的材料制成。标签贴在容器上，而非容器盖上。标签上提供的信息至少包括（但不限于）下列内容：

（1） 患者姓名、患者唯一性标识；

（2） 标本采集日期和时间：

（3） 检验项目：

（4） 标本类型；

（5） 急查标本相应的标识（适用时）。

l 微生物标本拒收标准：

（1） 拒收标本标记错误或无患者姓名的标本。

（2） 拒收患者信息与标本不符的标本，如女性患者送检前列腺标本。

（3） 拒收标本类型和申请检验项目不符的标本，如痰培养送检尿标本；

（4） 拒收容器破损的标本，拒收容器表面严重污染的标本，拒收使用不符合专业规范容器采集的标本；

（5） 拒收质量评估不合格的标本，合格的标本需满足相应的质量判断方法，如：痰（除用于军团菌和分枝杆菌检查的标本外）：鳞状上皮细胞＜10/低倍视野；

（6） 标本明显被污染，如痰标本中混有食物残渣等；

（7） 拭子上的标本已经干涸；

（8） 标本使用了固定剂或防腐剂；

（9） 标本量太少；

（10） 一支拭子要求检验项目太多；

（11） 24小时内重复送检的标本（血培养除外）。

标本拒收时应联系临床，向其解释拒收的原因并要求其重新采集合格标本。标本拒收不应轻易将标本丢弃，应电话联系临床医生再决定标本的处置方式。如医生坚持继续检测，则应在报告中说明标本质量情况，并注明“应临床要求，完成检测”。

血培养标本采集与转运

l 采血指征

可疑感染患者出现以下任一指征时，可考虑采集血培养：

a) 体温＞38℃或＜36℃；

b) 寒战；

c) 外周血白细胞计数增多（计数＞10.0×109 /L，特别有“核左移”时）或减少（计数＜4.0×109 /L）；

d) 呼吸频率＞20次/min或动脉血二氧化碳分压（PaCO2）＜32mmHg；

e) 心率＞90次/min；

f) 皮肤黏膜出血；

g) 昏迷；

h) 多器官功能障碍；

i) 血压降低；

j) 炎症反应参数如C反应蛋白、降钙素原（PCT）、1，3-β-D-葡聚糖（G试验）升高等。

l 采血量

成人每瓶采血量8mL~10mL，或按照说明书采集；婴幼儿及儿童采血量不应超过患者总血量的1%，具体采血量参考说明书。若采血量充足，注射器采集的血液先注入厌氧瓶，后注入需氧瓶，蝶形针采集的血液反之。若采血量不足，优先注入需氧瓶。

表4 血培养推荐的采血量

l 采血部位：

通常为肘静脉，切忌在静滴抗菌药物的静脉处采血。除非怀疑有导管相关的血流感染，否则不应从留置静脉或动脉导管取血，因为导管常伴有定植菌存在。

l 采血方法

a) 穿刺前准备：采集血培养标本之前首先做好手卫生。静脉穿刺点选定后，去除血培养瓶的塑料瓶帽，切勿打开金属封口环和胶塞，使用75%乙醇消毒，自然干燥60s。

b) 穿刺点皮肤消毒：75%酒精擦拭静脉穿刺部位，待干30s以上；1%-2%碘酊作用30s，从穿刺点向外画圈消毒至消毒区域直径达5cm以上；对碘过敏的患者，用75%酒精消毒60s，待酒精挥发干燥后采血。穿刺点消毒后不可再接触。

c) 用注射器无菌穿刺取血后，勿换针头（如果行第二次穿刺，换针头），直接注入血培养瓶。不可将抗凝血注入商品化血培养瓶。采血过程中应严格无菌操作，避免污染。

d) 血液接种到培养瓶后，轻轻颠倒混匀以防血液凝固。

e) 完成工作后洗手。

f) 血培养瓶应在2h之内送至实验室孵育或上机；如不能及时送检，应将血培养瓶置于室温下，切勿冷藏或冷冻。

l 标本评估与接收拒收：

实验室收到血培养瓶后，应尽快接收并评估和记录标本质量（如采集时间、血标本量、瓶数、转运时间和条件、申请单信息和标识等），评估合格后立即孵育。若培养瓶延迟送检而提示已有细菌生长，则应直接进行涂片镜检。经评估后不合格血培养瓶（如血培养瓶标识错误或无标识，破碎，损坏，渗漏，凝血等情况），应拒收并尽快告知申请医师。

l 实验室拒收标准：

由于血培养标本采取不易，且血流感染患者往往病情急重，实验室应尽可能接受血培养标本，并尽快进行培养检测。除非以下几种情况：

（1） 血培养瓶破裂、渗漏；

（2） 血培养瓶内注入非无菌标本；

以下情况可以接收但应告知申请医师：

（1）采血量不足；

（2）血培养瓶套数或瓶数不够；

（3）成人样本仅接种需氧或厌氧瓶。

脑脊液标本采集及转运

l 临床采样指征：

临床出现不明原因的头痛、发热、脑膜刺激征（颈强直、克氏征、布氏征阳性）、脑神经病理征象；脑积水；脑性低钠血症等症状，怀疑中枢神经系统感染时应送检脑脊液培养标本，并同时送检血培养标本。

a) 患者去枕侧卧位，背部与检查台垂直呈90°，低头曲颈，使膝部尽量贴近腹部，脊柱前屈，使椎间隙张开便于进针：

b) 确定穿刺点，选择腰3~腰4椎间隙，穿刺点相当于双骼后上峭最高点连线与脊柱中线相交处；

c) 严格无菌操作，佩戴无菌手套，使用皮肤消毒剂对腰椎穿刺点及其周围15cm区域的皮肤消毒，待消毒剂干燥后（约1min）再以75%的酒精擦拭两遍；

d) 覆盖无菌孔巾，待消毒剂彻底挥发后，用1%~2%利多卡因在穿刺点行皮内、皮下浸润麻醉，然后垂直缓慢进针椎间棘突间隙，边回吸边注药，回吸注意无回血，充分麻醉后拔针；

e) 左手固定麻醉点，右手进针，对准脊椎间隙刺入皮下，针尖斜向与脊柱平行，穿刺针穿过皮肤、皮下组织、棘上韧带、棘间韧带、黄韧带、硬脊膜，有落空感进入蛛网膜下腔，采集脑脊液分别放入3个无菌试管中，做好标本标记；

f) 最小标本量要求：细菌≥1mL，真菌≥2mL，分枝杆菌≥5mL，病毒≥2mL；

g) 腰椎穿刺采集的第一管脑脊液用于生化学检验，第二管用于微生物学检验，第三管可以用于细胞学、分子核酸检验等。

l 注意事项：

怀疑患者细菌性脑膜炎时，应立即采集脑脊液和血培养，应在抗菌药物使用前采集。怀疑分枝杆菌、隐球菌或慢性脑膜炎时，可能需多次采集脑脊液标本。如怀疑存在颅内压增高时，应先行检查头颅CT，必要时，可先予以脱水治疗再行穿刺。

怀疑细菌性脑膜炎时，建议同时送检2-4套血培养。

l 标签及申请单：

标本标识要求有唯一标识号或条码。血培养瓶及无菌管需清晰标注患者基本信息、标本来源、标本采集时间、送检目的、临床诊断、申请医师等。

应注明是否已经使用抗菌素。

特殊病原菌检查如奴卡菌、真菌、分枝杆菌应注明。脑室分流的标本应注明“脑室分流液”，而不是“脑脊液”。

l 标本运输

标本采集后应立即送检，不超过1小时；脑脊液标本不可冷藏。

l 实验室拒收标准

a) 样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

b) 样本外漏、容器破损或明显受到污染；

c) 标本量少，送检延迟，未按规定保存。

尿液标本采集及转运

l 临床采样指征：

1. 当患者出现尿频、尿急、尿痛、血尿、肾区疼痛等症状，同时可能伴有寒战、高热、白细胞计数升高，怀疑存在泌尿系感染时；

2. 尿常规结果提示泌尿系感染时；

3. 无症状的患者不建议常规进行尿培养检测；

4. 留置导尿管患者出现发热时。

l 标本采集1. 清洁中段尿

清洁的中段尿标本，是泌尿系感染诊断的主要标本；如何避免采集过程中周围皮肤粘膜及尿道定植菌的污染，是标本采集的关键。中段尿标本的采集往往由患者独立完成，应向患者充分说明留取无污染中段尿的意义和具体采集方法。尽可能在未使用抗菌药物前送检，晨尿最佳。采集方法如下：

女性：

a) 在采集标本前充分清洗或消毒尿道口部位。

b) 分开两腿；

c) 用肥皂水清洗尿道口部位，或用碘酒、碘伏消毒尿道口；

d) 手持采样杯外侧，避免接触杯口边缘。先将少量尿液排入厕所，然后用采样杯采集半杯尿液，将盖子盖好、旋紧；

e) 检查杯盖是否密封，避免溢洒。

男性：

在采集标本前充分清洗尿道口

a) 缩回包皮（如果没有割包皮），充分暴露龟头；

b) 用肥皂清洗尿道口；

c) 手持采样杯外侧，避免接触杯口边缘。先将少量尿液排入厕所，然后用采样杯采集半杯尿液；将盖子盖好、旋紧；

d) 检查杯盖是否密封，避免溢洒。

2. 耻骨上膀胱穿刺尿液

如需进行厌氧菌培养或儿童及其他无法配合获得清洁尿液标本时，应采用耻骨上膀胱穿刺；

a) 使用皮肤消毒剂消毒脐部至耻骨区域；

b) 待消毒剂彻底挥发后，麻醉穿刺部位（耻骨上2cm或2横指）；

c) 从膀胱吸取约20mL尿液；

d) 无菌操作将尿液转入无菌容器内送检。

3. 导尿管尿液标本

因存在着极大的污染可能，禁止从集尿袋中采集标本

采集直接导尿管尿液

a）用肥皂水或清水清洗尿道口：

b）无菌操作将导管通过尿道插入膀胱；

c）弃去先流出的15mL尿液之后，采集尿液到无菌容器。

4. 采集留置导尿管尿液

a）夹住导尿管10min~20min后，用75%酒精消毒导管采集部位；

b）用注射器无菌采集5mL~10mL尿液；

c）将尿液转入带无菌容器。

5. 婴幼儿尿液的收集

a) 采样人员用肥皂水或清水洗手；

b) 分开儿童双腿；

c) 用肥皂和水清洗耻骨和会阴区，使之干燥，无粉末、油和护肤品等污染物；

d) 采用儿科尿液收集袋，移去胶条表面的隔离纸；

e) 对于女性儿童，拉紧会阴部皮肤，将胶条紧压于外生殖器四周的皮肤上，固定收集袋于直肠与阴道之间的位置，避免来自肛门区域的污染；对于男性儿童，将收集袋套于阴茎上，将胶条压紧于会阴部皮肤上；

f) 确保胶条牢固地粘于皮肤，胶条的粘贴无皱折；

g) 定时察看收集袋中的尿液（如每隔15min）；

h) 将收集袋中的尿液倒入无菌容器，室温下立即送检。

l 标识

1. 申请单上注明标本采集自留置导尿管、直接导尿管、穿刺尿液等。若为穿刺尿液需注明是否进行厌氧培养。

2. 申请单上标明患者是否有症状，是否使用了抗微生物药物及种类。

l 注意事项：

1. 拒收导尿管和长期留置导管的导管尿液：通常情况下，带有留置管的患者48h~72h就会有定植菌，且常为多种细菌：

2. 中段尿液标本不能进行厌氧菌培养；

3. 耻骨上穿刺尿液可避免尿液标本被尿道或会阴部细菌污染。

l 标本运输

1.尿标本采集后应立即送检。

2.如不能在采集30分钟内进行培养，应放入4℃冰箱保存，但也不能超过24小时

l 实验室拒收标准

1.标识不明，未提供采集时间及采集方法；

2.标本类型与标签信息不符；

3.尿标本采集后超过30分钟送达实验室，且未冷藏保存的；

4.患者集尿袋中的尿液标本；

5.申请做厌氧菌培养但未从耻骨弓上穿刺采集尿液。

6.容器破损、尿液渗漏；

7.明显污染的标本；

8.标本量太少。

腹腔积液标本的采集和转运

腹腔积液分为漏出液和渗出液，渗出液多由感染引起，常见细菌、结核分枝杆菌、厌氧菌感染。

l 临床采样指征：

出现但不局限于发热、腹胀、腹部疼痛、压痛、反跳痛；并经影像学检查发现腹腔内积液者。

l 标本采集方法：尽可能在抗菌药物使用前采集。

由临床医师经皮穿刺或外科方式获得；严格执行无菌操作。可由超声定位。消毒采集部位皮肤，麻醉穿刺部位，用中空孔针穿刺，标本采集后可注入无菌瓶或无菌试管送检。

l 腹水

1. 依患者状况和腹水量，酌情取平卧、侧卧或半卧坐位：

2. 确定皮肤穿刺部位或切口的位置：

3. 常规消毒穿刺点及其周围15cm区域的皮肤，解开穿刺包，戴无菌手套，覆盖消毒孔巾：

4. 行局部逐层麻醉后，在麻醉部位垂直刺入，放液或抽液后拔针并敷以无菌纱布：

5. 采集10mL或更多液体，置于无菌容器中，室温下立即送检。

l 腹膜透析液

1. 收集50mL腹膜透析液，置于无菌容器中，室温下立即送检；

2. 同时床旁接种5mL~10mL腹透液，分别打入接种于需氧和厌氧血培养瓶，室温下立即送检；

3. 若不能立即送检，血培养瓶可置于37℃条件下孵育。

l 标签及申请单：

申请单除应包括患者基本信息外，注明患者的临床诊断、症状、是否使用了抗菌药物、标本来源、检测目的，注明腹水的类型、性状，以及特殊检验需求。标本标识要求有唯一标识号或条码。无菌管需标注患者基本信息、标本来源、标本采集时间、送检目的等。

l 标本运输：

标本采集后应立即送检，通常室温15分钟内应送至实验室，若不能及时送检，不可冷藏。室温保存不得超过24小时。

l 实验室拒收标准

1. 样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

2. 样本外漏、容器破损或明显受到污染；

3. 标本量过少，或凝固；

4. 送检延迟，未按规定保存

胸水标本的采集和转运

胸水以细菌性胸膜炎最为常见，也可见于膈下炎症、肺结核、肺炎、肺结核等疾病。低蛋白或肿瘤性疾病也可以引起的胸腔积液。

l 临床采样指征：

1. 患者听诊、影像学检查发现胸腔积液，胸腔穿刺后发现胸腔积液浑浊、

2. 乳糜性、血性或脓性，考虑感染性胸腔积液 (肺结核、肺炎、胸膜炎)患者应送检，进行涂片染色、细菌培养等细菌学检测。

l 标本采集：

1. 尽可能在抗菌药物使用前采集；

2. 由临床医师经皮穿刺或外科方式获得，严格执行无菌操作；

3. 通过影像学或叩诊定位穿刺部位，消毒穿刺部位皮肤，麻醉穿刺部位，用中空孔针穿刺至胸膜腔内，抽取胸水标本：

a)患者反向坐椅上，两臂置椅背，前额伏手臂上。不能起床者，可取半卧位，患侧前臂置于枕部；

b)用超声或叩诊方法定位穿刺点，常规消毒穿刺点及其周围 15 cm 区域的皮肤，解开穿刺包，戴无菌手套，覆盖消毒孔巾；

c)2%利多卡因麻醉穿刺部位；

d)沿肋骨上缘缓慢垂直刺入进针，当针刚进入皮肤，抽空穿刺针后乳胶管内空气，然后用止血钳夹闭。当针穿过壁层胸膜时，胸水即被吸入穿刺针后的乳胶管，连接 50 mL注射器，放开止血钳即可抽液；

e)抽液完毕，拔除穿刺针并敷以无菌纱布；

f)采集 10mL或更多液体，置于无菌容器中，室温下立即送检。

4. 标本采集后可注入可直接注入血培养瓶送检，或将标本收集到带螺旋帽内无菌管送检，以便微生物室进行涂片检查。标本量分别为细菌培养≥1mL，真菌培养≥10mL，分枝杆菌培养≥10mL。

l 标签及申请单：

申请单除应包括患者基本信息外，注明患者的临床诊断、症状、是否使用了抗菌药物、标本来源、检测目的，注明胸水的类型、性状，以及特殊检验需求。血培养瓶及无菌管要求有唯一标识号或条码。需标注患者基本信息、标本来源、标本采集时间、送检目的等。

l 标本运输：

标本采集后应立即送检，通常室温15分钟内应送至实验室，若不能及时送检，不可冷藏。室温保存不得超过24小时。

l 实验室拒收标准

1.样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

2.样本外漏、容器破损或明显受到污染；

3.标本量过少，或凝固；

4.送检延迟，未按规定保存。

关节液标本采集及转运

感染是导致关节滑膜炎一个主要原因。常见细菌感染，偶见病毒、真菌、分枝杆菌感染。可抽取关节腔积液进行革兰氏染色、细菌培养、厌氧菌培养、真菌培养、结核分枝杆菌等细菌学检测。

l 临床采样指征：

影像学发现关节腔积液，伴有关节肿胀、疼痛，活动受限，病因不明、治疗无效，怀疑感染性关节炎应送检。

l 标本采集：尽可能在抗菌药物使用前采集。

1. 关节腔穿刺应由有经验的临床医师在严格的无菌操作下进行。

2. 严格的皮肤消毒，局部麻醉穿刺部位，中空针头穿刺入关节腔，尽可能多地抽取关节液标本。可直接注入血培养瓶或无菌管内送检。如果考虑厌氧菌培养，需要在厌氧条件下运送标本。

3. 如有全身发热症状，应同时采集血培养标本。

l 标签及申请单：

申请单除应包括患者基本信息外，注明患者的临床诊断、症状、是否使用了抗菌药物、标本来源、检测目的，注明关节液的性状，以及特殊检验需求。标本标识要求有唯一标识号或条码。需标注患者基本信息、标本来源、标本采集时间、送检目的等。

l 标本运输：

标本采集后应立即送检，通常室温 15分钟内应送至实验室，若不能及时送检，不可冷藏。室温保存不得超过 24小时。

l 实验室拒收标准

1. 样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

2. 样本外漏、容器破损或明显受到污染；

3. 标本量过少，或凝固；

4. 送检延迟，未按规定保存。

粪便标本的采集和转运

粪便是诊断胃肠道感染的最主要标本。

l 临床采样指征：

当患者出现腹痛、腹泻（水样便、脓血便），或伴有发热；粪便常规镜检异常，建议采集粪便标本，进行细菌培养。

l 送检原则

1. 在感染急性期采集腹泻粪便标本；

2. 排除一些病原体的携带状态，需要连续3份标本阴性。若需要连续采集 3 份标本，则两次采集标本间隔48h；

3. 肠炎和发热病人宜同时送检血培养；

4. 下列腹泻患者宜连续 3 天送检标本：社区获得性腹泻（入院前或 72 h 内出现症状）。医院获得性腹泻（入院72h后出现症状），且至少有下列情况之一：大于65岁并伴有基础疾病、HIV感染、粒细胞缺乏症（中性粒细胞＜0.5×109/L）及疑似院内暴发感染时。

1. 将粪便排入干燥清洁的便盆，避免使用坐式马桶或蹲式便盆。粪便标本中不宜混入尿液及其它异物，采集过程尽量无菌操作；

2. 用无菌竹签挑取标本中异常部分（有粘液、脓液和血液的部分）2 mL～5 mL 粪便悬液或 2g～5g粪便标本置于无菌螺帽容器中，立即送检。

l 直肠拭子和肛拭子：

1. 婴儿或重症患者腹泻时且暂时没有粪便，才可采集直肠拭子标本检验腹泻病原菌；

2. 肛拭子不宜用于腹泻病原菌培养；

3. 常规培养通常针对沙门菌属和志贺菌属，国际上还包括弯曲菌属。如果怀疑其他细菌感染，宜先咨询实验室。

1. 无菌棉拭子用生理盐水湿润，轻轻地插入肛门括约肌上方（约 6 cm～7 cm），旋转，取出，置于运输培养基中，拭子上可见粪便；

2. 对于淋病奈瑟菌培养，采集肛环内的肛窦部位，尽量避免粪便污染；

3. 立即将淋病奈瑟菌培养拭子置于运输培养基中，或在患者床边接种。

l 标识

申请单上建议标注特殊病史。

l 拒收标准

1. 干燥的拭子、含钡粪便、黄软成形便、干便或明显污染的粪便；

2. 一天内重复送检的标本；

3. 未使用运输培养基，采集后室温条件下超过 2 h 未送检的粪便；

4. 使用运输培养基，4 ℃条件下保存超过 48 h 或 35 ℃条件下保存超过 24 h 未送检标本。

1. 粪便标本常规不进行厌氧培养；

2. 结肠造口术和回肠造口术标本的运输方式与粪便标本相同；

3. 如果怀疑患者感染大肠埃希菌 O157:H7、耶尔森菌属、弧菌属、气单胞菌属或邻单胞菌属，宜通知实验室；

4. 不宜使用拭子检验艰难梭菌毒素。

生殖道标本的采集和转运

生殖系统感染主要包括外阴部病变、尿道炎、阴道炎、阴道病、宫颈炎、子宫内膜炎和盆腔炎。病原体包括细菌、真菌、淋病奈瑟菌、解脲脲原体和人型支原体、沙眼衣原体等。各类感染的临床症状和体征比较相似，临床不易区分。通过检测明确诊断对于治疗，尤其是保证患者治疗依从性至关重要。

大多数生殖道感染为性传播性疾病（STD），当疑为生殖道感染性疾病时，首先了解是否有不洁性交史，然后根据症状确定检查方向。对于男性患者来讲，先检查尿道是否有脓性分泌物，再依次是前列腺液、精液。对于女性患者，采集阴道后穹隆处或宫颈分泌物作培养或涂片镜检。

l 临床采样指征：

具有外阴溃疡、瘙痒及灼热感，出现分泌物、赘生物等症状者。

l 子宫颈内或宫颈标本

1. 用温盐水湿润阴道窥器；

2. 使用阴道窥器轻轻按压子宫，打开窥器，使用藻酸钙、涤纶或没有毒性的棉拭子采集分泌物。

3. 或者打开窥器，将拭子插入宫颈管 1 cm～2 cm，转 2 圈～3 圈采集分泌物，必要时停留20s～30s并转动取样；

4. 怀疑淋病奈瑟菌时，可以同时采集直肠拭子与子宫颈标本。

l 男性泌尿生殖道标本

1. 从尿道挤压分泌物，一根拭子采集分泌物用于培养，保存于转运培养基中送检。另一根拭子采集分泌物用于涂片，将拭子在玻片表面滚动 2 cm～3 cm。

2. 若无分泌物，可将泌尿生殖道拭子插入尿道约 2 cm，轻轻旋转取出。将标本尽快接种于特殊培养基，并置于35℃ CO2环境中培养。接种后的拭子制备涂片用于染色，最好采集两个拭子分别用于涂片和培养。

3. 尿道分泌物革兰染色查到白细胞内革兰阴性双球菌可作为男性淋病患者的诊断依据。

l 标签及申请单

每份标本都应贴上标签并标明必要信息，在检验申请单上填写足够的有关临床资料。包括病人情况（病区、病人姓名、住院号）、标本情况（标本类型、检验目的、采集部位、采集方法、采集时间等）和病人用药等信息。

l 标本运输

标本应在室温下15分钟内送到检验科。如果超过2小时送达，冷藏保存。

l 实验室拒收标准

1. 申请错误：如下生殖道标本要求做厌氧培养，阴道分泌物要求做淋病奈瑟菌涂片；

2. 标识错误：无标签或标签不完整，或标本标识与申请单标识不一致；没有标出标本采集时间及部位；没有在申请单上注明标本来源和送检目的等

3. 送检错误：送检延误；运送培养基错误；运送温度错误。

4. 容器错误：没有用无菌容器，容器破裂或渗漏

皮肤、软组织标本的采集和运送

皮肤及软组织感染（SST）是致病菌侵犯表皮、真皮和皮下组织引起的炎症性疾病。皮肤及软组织感染包括烧伤创面感染、手术后切口感染、急性蜂窝织炎、外伤感染、咬伤感染及褥疮感染等。

对大多数开放性损伤感染部位的取样，应在清洁创面后，在无菌条件下于深层基底或病变中心及边缘取样。

l 烧伤创面感染标本：

烧伤患者的创面、组织活检、血培养等的细菌学检测结果对临床医生进行烧伤感染的诊断和治疗十分重要。创面的拭子标本或组织活检标本都可以进行细菌定量培养。出现全身感染症状时，应同时采集血培养标本。在采集表面拭子或组织活检标本之前，应对创面彻底清洁，且未局部应用抗菌药物。

1. 临床采样指征：

由于烧伤的早期创面无菌，烧伤后12小时勿采集标本。当患者出现发热、创面恶化时，考虑采样

2. 标本采集

（1） 首先用无菌生理盐水或注射用水清洁创面：采用无菌棉拭子用力刮取创面，置无菌试管内，封闭管口；

（2） 组织细菌定量培养的标本采取：在无菌条件下，切取深度烧伤痂下组织，以0.3-0.5克为宜；

（3） 标本标识要求有唯一标识号或条码。标本上的标签除应包括患者姓名、病历号、诊断、检验项目等基本信息外，应标注采集部位及检测目的，必须注明采集部位是表浅还是深部，标明需氧或者厌氧培养，必要时需注明病程的阶段。

3. 标本运输：

（1） 应尽快将标本送至实验室检测；

（2） 如果1小时内无法将标本送达实验室，需冷藏保存；

（3） 不要将用于培养的组织标本置于福尔马林中。

4. 实验室拒收标准

可对标本进行革兰染色，评价标本质量：如果存在上皮细胞，说明标本存在表面污染，培养结果将受影响；如果只有白细胞，说明标本质量合格。

实验室出现以下情况，可执行标本拒收：

（1） 样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

（2） 样本外漏、容器破损；

（3） 标本明显污染；

（4） 延误送检，未按规定保存。

l 脓肿标本：1. 临床采样指征：

（1） 皮肤或皮下脓肿受累部位出现红、肿、热、痛，需手术切开引流时；

（2） 深部脓肿表现为局部疼痛和触痛并伴有全身症状，发热、乏力食欲减退等；

（3） 创伤或手术部位感染。

2. 采样要求：

（1） 尽可能在抗菌药物使用前采集。

（2） 厌氧培养应注意避免正常菌群污染和接触空气。开放性脓肿不能做厌氧菌培养

（3） 闭锁性脓肿或深部切口感染标本不能用拭子采集。

（4） 出现发热、寒战等全身感染症状患者应同时送检血培养

3. 采集方法：

（1） 开放性脓腔：需进行清创。用无菌生理盐水清洁创面，用拭子采集深部伤口或溃疡基底部的分泌物，至少采集两个拭子（分别用于涂片和培养）；

（2） 或剪取深部病损边缘的组织。

（3） 封闭的脓肿：对病灶局部的皮肤或黏膜表面彻底消毒，用注射器抽取脓液，放入无菌容器内，同时送需氧及厌氧培养。或将脓肿切开引流后，取脓肿壁的一部分送检。

（4） 瘘管或窦道脓液：最好在外科探查时采集最深处组织。

4. 标签及申请单：

标本标识要求有唯一标识号或条码。清晰标注患者基本信息、标本来源，不要仅标注为“伤口标本”。要标明来自开放性或闭合性损伤。标明需氧和或厌氧培养。

5. 标本运输：

（1） 标本采集后应立即送检，通常室温不超过1小时送至实验室；

（2） 若不能及时送检，需4C保存不超过24小时；

（3） 厌氧菌培养不可放置冰箱保存；

（4） 组织应保持湿润并在30分钟内送至实验室，不可冷藏。

6. 实验室拒收标准

可对标本进行革兰氏染色，评价标本质量：如果存在上皮细胞，说明标本存在表面污染，培养结果将受影响，如果只有白细胞，说明标本质量合格。

实验室出现以下情况，可执行标本拒收：

（1） 样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

（2） 样本外漏、容器破损或明显受到污染；

（3） 标本量不足或干涸

（4） 延误送检，未按规定保存，实验室应与临床联系，可作让步接收，同时在报告结果时注明情况。

呼吸道标本的采集和转运

呼吸道感染分为上呼吸道感染和下呼吸道感染。不同部位的感染病原菌差异较大，上呼吸道感染多以病毒为主，下呼吸道感染病原菌多样，选择合适的标本尤为重要，因为标本很容易受到口咽部菌群的污染，导致检测结果与临床不符，误导临床诊断与治疗。

l 咽拭子标本

咽拭子标本仅用于诊断上呼吸道感染，常规仅报告A群链球菌。

临床采样指征：

（1） 突发的咽痛、扁桃体肿大、颈部或颌下淋巴结肿痛，常伴有发热，通常没有咳嗽和明显的鼻溢。

（2） Centor标准可作为A群链球菌上呼吸道感染的临床预测指标。

（3） Centor 标准包括下列4项内容：扁桃体脓性渗出；颈部或颌下淋巴结肿大伴压痛；发热；无咳嗽。对符合3条或以上Centor标准的成人患者建议进行咽拭子培养。

1. 标本采集

（1） 嘱病人张口发“啊”音，以暴露咽喉部，必要时用压舌板；

（2） 取出咽拭子中的无菌长棉签，快速擦拭两侧腭弓和咽、扁桃体的分泌物，扁桃体有脓点时最好挤破脓点并采集脓性物，将棉签插入运送管，盖紧送检。

2. 标签和申请单

（1） 申请单除应包括患者基本信息外，注明患者的临床诊断、症状、是否使用了抗菌药物、检测目的；

（2） 一定要注明标本采集时间；

（3） 标本盒上的标签要求有唯一标识号或条码，注明标本采集时间、检测目的。

3. 标本运送

咽拭子标本的运送宜采用带保湿功能的运送培养基，避免由于送检时间过长而干燥。如未采用运送培养基，应于半小时内送检。即使采用运送培养基，室温保存也不应超过24小时。

l 痰液标本

痰培养仅用于下呼吸道感染，主要是肺部感染的诊断。但它不是诊断肺部感染的最佳标本。血培养、肺泡灌洗液或经气管吸取物的培养结果更加准确。痰标本不能进行厌氧菌培养。

痰标本采集前，要判断患者是否有能力配合完成深部咳痰。要向患者充分说明口腔清洁、深咳、避免口咽部菌群污染的意义，指导患者如何正确留取痰标本。患者应在医生或护士直视下留取痰液标本，对于被口咽部菌群污染的标本，要予以拒收，并建议临床再次采集合格标本送检。

1. 临床采样指征

（1） 咳嗽、脓性痰，伴有发热，影像学检查出现新的或扩大的浸润影；

（2） 气道开放患者，出现脓痰或血性痰；

（3） 考虑下呼吸道感染患者采集痰液标本，同时送血培养标本。

2. 采集要求

由于肺炎链球菌、流感嗜血杆菌、卡他莫拉菌等苛养菌是最常见的肺部感染病原体，标本盒内细菌在室温环境下很容易自溶死亡，如不能在采集标本后2小时内接种将明显影响检出率。因此痰标本的采集时机十分关键，应严格遵循以下原则采集标本：

（1） 争取首剂抗菌药物治疗使用前及更换抗菌药物前采集；

（2） 标本采集后保证2小时内送达实验室并得到接种；

（3） 只要有可能得到合格的痰标本，应马上采集、送检；

（4） 宜在医护人员直视下留取合格痰标本；

（5） 送检痰标本后三天内不主张再次送检。

3. 标本采集

采集前准备无菌杯（螺口、有盖、密封）、清水。并向患者提供口头及书面采样指导，以保证患者充分理解口腔清洁、深咳、避免口咽部菌群污染的意义和方法。

（1） 用清水漱口2-3次，有假牙者应先取下假牙；再用力咳嗽咳出深部痰液；

（2） 将痰液咳入无菌杯内；

（3） 盖好并拧紧杯盖，尽快送达实验室。

4. 标签及申请单

（1） 申请单除应包括患者基本信息外，注明患者的临床诊断、症状、是否使用了抗菌药物、检测目的，标识是普通培养、抗酸杆菌还是真菌培养；

（2） 一定要注明标本采集时间；

（3） 标本盒上的标签要求有唯一标识号或条码，注明痰标本采集时间和检测目的。

5. 标本运输

（1） 标本采集后需尽快送到实验室，不能超过 2小时。不及时运送可导致肺炎链球菌、流感嗜血杆菌等苛养菌由于不适应外界环境和自溶现象而死亡；

（2） 不能及时送达或待处理标本应置于 4℃冰箱保存（疑为肺炎链球菌和流感嗜血杆菌等苛养菌不在此列），以免杂菌生长。但不能超过24小时；

6. 实验室拒收标准

（1） 质量不合格标本：显微镜下细胞学检查发现标本受口咽部菌群污染。合格痰标本应鳞状上皮细胞25个/低倍视野，或白细胞/:鳞状上皮细胞>2.5；

（2） 没有标签或标签贴错；

（3） 标识信息不明，未提供采集时间及送检目的等；

（4） 超过2小时送达实验室，且没有正确保存的标本；

（5） 运送容器有渗漏；

（6） 同一天同一项目重复送检的痰标本。

l 支气管镜-肺泡灌洗液（BAL）

采集肺泡灌洗液进行检测，可减少口咽部菌群的污染，提高检测结果的准确性。须做定量或半定量接种培养。

1. 临床采样指征

对于疑似肺炎患者，如有机会进行气管镜检查，则可同时采集肺泡灌洗液进行培养。不能进行深部咳痰的患者，也可考虑通过气管镜获取标本。

2. 标本采集

患者咽喉局部麻醉后，导入纤维支气管镜。通过纤维支气管镜对病灶所在支气管以下肺段或亚肺段水平，用37℃或室温无菌生理盐水多次灌洗，每次注入20～60mL（常规进行4～5次），直到总共灌洗100～300mL，并充分吸引回收，从回收液中取出10mL标本，放入无菌管中，旋紧盖子，即刻送达实验室。

3. 标签及申请单

申请单除应包括患者基本信息外，注明患者的临床诊断、症状、是否使用了抗菌药物、检测目的，标识是普通培养、抗酸杆菌还是真菌培养。一定要注明标本种类为肺泡灌洗液，以及采集时间。无菌管上的标签要求有唯一标识号或条码，注明标本采集时间、检测目的。

4. 标本运输

标本采集后需尽快送到实验室，不要冷藏标本。

5. 实验室拒收标准

（1） 没有标签或标签贴错；

（2） 标识信息不明，未提供采集时间及送检目的等；

（3） 无菌管无盖子，有污染可能；

（4） 未及时送至实验室的标本；

（5） 运送容器有渗漏。

l 气道吸取标本1. 临床采样指征

有气管插管或气管切开等人工气道患者，无法自行咳痰，可通过吸痰管从气道吸取标本。

2. 标本采集

通过气管内插管将一次性无菌吸痰管推进呼吸道直至遇到阻力后开始抽吸，留取标本在吸痰杯内。

3. 标签及申请单

每个标本都应在申请单上详细填写患者姓名、病历号、采集日期时间、诊断、检验项目等。在标本上粘贴条码，条码中应包括患者姓名、病历号、采集时间等。

标本标识要求有唯一标识号或条码。

4. 标本运输

（1） 标本采集后需尽快送到实验室，不能超过2小时。不及时运送可导致肺炎链球菌、流感嗜血杆菌等苛养菌由于不适应外界环境和自溶现象而死亡；

（2） 不能及时送达或待处理标本应置于4℃冰箱保存（疑为肺炎链球菌和流感嗜血杆菌等苛养菌不在此列），以免杂菌生长。但不能超过24小时；

（3） 对可疑烈性呼吸道传染病（SARS、肺炭疽、肺鼠疫等）的患者标本，在采集、运送或保存过程中必须注意生物安全保护。

5. 实验室拒收标准

（1） 没有标签或标签贴错；

（2） 标识信息不明，未提供采集时间等；

（3） 超过2小时送达实验室，且没有正确保存的标本；

（4） 运送容器选择不当或有渗漏；

（5） 同一天同一项目重复送检。

眼科标本的采集和转运

1. 结膜囊分泌物：将植绒拭子用病原体保存液或无菌生理盐水预湿，由内眦部开始从内到外旋转轻拭下方结膜囊和下睑结膜表面（注意内眦部），采集后立即接种培养基或立即转运；接种后制备涂片，将拭子在载玻片上自内而外滚动涂成直径 1.0 cm～1.5cm 的近圆形。

2. 角膜及结膜刮片：由眼科专业人员采集，角膜刮片推荐用 15 号手术刀片刮取溃疡基底部、溃疡进行缘或损伤部位，将刮取物直接接种于培养基；睑结膜刮片宜翻转上睑暴露睑结膜，固定后，垂直刮擦组织。将刮取物直接涂抹于载玻片上，尽量均匀涂开。

3. 房水及玻璃体液：由眼科专业人员采集，将无菌注射器中的标本直接接种于培养基或液体增菌培养基，常规进行苛养菌、真菌及厌氧菌培养，同时直接制片或甩片制片。

l 标识

1. 使用具体的解剖部位及类型描述来自眼部的标本，如左眼、右眼、角膜/结膜分泌物、角膜/结膜刮取物、结石、前房液、玻璃体标本等；

2. 注明临床诊断。

l 转运

所有标本均应当迅速送至实验室。

1. 角/结膜刮取物、前房及玻璃体抽吸液量很少，宜在诊室或患者床边采集标本后直接接种培养皿和制备涂片；

2. 结膜感染时，即使只有一只眼睛感染，也宜对两眼的结膜取样，有助于正常定植菌与致病菌的判断；

3. 结膜刮片采样可在使用不含防腐剂的表面麻醉剂后进行，用于细菌、真菌、沙眼衣原体、病毒和阿米巴等培养；分泌物采集不建议使用麻醉药。

耳标本的采集和转运

1. 取中耳标本时，若鼓膜完整，先用肥皂水清洁耳道，再行鼓膜穿刺术用注射器抽出中耳内液体；

2. 取中耳标本时，若鼓膜穿孔，通过耳镜用软杆的采样拭子收集液体（仅限于需氧培养）；

3. 外耳道：用湿拭子将耳道的碎屑或硬皮除去，用一新拭子在外耳道用力旋转拭子取样。

l 注释

1. 对复杂的、反复的或慢性顽固性中耳炎宜做鼓膜穿刺术；

2. 中耳渗出液直接涂片革兰染色对临床很有帮助；

3.

皮肤、结缔组织及伤口标本的采集转运

l 临床采样指征：

1. 皮肤或皮下脓肿受累部位出现红、肿、热、痛，需手术切开引流时；

2. 深部脓肿表现为局部疼痛和触痛并伴有全身症状，发热、乏力食欲减退等；

3. 创伤或手术部位感染。

l 采样要求：

1. 尽可能在抗菌药物使用前采集；

2. 厌氧培养应注意避免正常菌群污染和接触空气。开放性脓肿不能做厌氧菌培养；

3. 闭锁性脓肿或深部切口感染标本不能用拭子采集；

4. 出现发热、寒战等全身感染症状患者应同时送检血培养。

1. 皮肤、结缔组织及伤口标本；

2. 闭合性脓肿：消毒皮肤后，用注射器抽取脓肿物，无菌转移所有抽吸物至厌氧和需氧转运装置中；

3. 脓疱或水疱：酒精消毒挥发后，挑破脓疱，用拭子收集脓液；较大的脓疱消毒后宜直接用注射器抽取。陈旧的脓疱，去除损伤表面，用拭子擦拭损伤基底。

4. 蜂窝织炎液化后宜先注射无菌生理盐水随后抽吸，可以获得足量的标本进行培养。若患者病情迅速进展，或蜂窝织炎没有液化则需要采集组织活检标本。

5. 伤口标本：区分浅表伤口标本、深部伤口标本及外科手术伤口标本。宜从感染进展的前缘采集活检标本。活检标本和抽吸物（脓液、渗出液）优于拭子标本；浅表伤口标本不能进行厌氧培养。

6. 烧伤伤口：清洁并清除烧伤创面，有液体渗出时，用拭子擦拭取样。烧伤的组织宜做定量培养，定量检验结果≥105 CFU/g则可预示有可能进展为创伤相关脓毒症。

7. 溃疡或褥疮：用无菌生理盐水或 75%酒精擦拭去除表面分泌物，尽可能采集抽吸物。

l 标本运输：

1. 标本采集后应立即送检，通常室温不超过 1小时送至实验；

2. 若不能及时送检，需 4℃保存不超过 24小时；

3. 厌氧菌培养不可放置冰箱保存；

4. 组织应保持湿润并在 30分钟内送至实验室，不可冷藏。

l 实验室拒收标准

可对标本进行革兰氏染色，评价标本质量：如果存在上皮细胞，说明标本存在表面污染，培养结果将受影响；如果只有白细胞，说明标本质量合格。

实验室出现以下情况，可执行标本拒收：

1. 样本容器上未贴标签，或标签与检验申请单不符；

2. 样本外漏、容器破损或明显受到污染；

3. 标本量不足或干涸；

4. 延误送检，未按规定保存，实验室应与临床联系，可作让步接收，同时在报告结果时注明情况。

新型冠状病毒标本的采集和转运

l 技术人员基本要求

1.采样人员。

从事新冠病毒核酸检测标本采集的技术人员应当经过生物安全培训(培训合格)，熟悉标本种类和采集方法，熟练掌握标本采集操作流程及注意事项，做好标本信息的记录，确保标本质量符合要求、标本及相关信息可追溯。

2. 检测人员。

实验室检测技术人员应当具备相关专业的大专以上学历或具有中级及以上专业技术职务任职资格，并有2年以上的实验室工作经历和基因检验相关培训合格证书。实验室配备的工作人员应当与所开展检测项目及标本量相适宜，以保证及时、熟练地进行实验和报告结果，保证结果的准确性。

l 标本采集基本要求

1. 基本原则

（1） 各医疗机构的检测能力应当与门急诊就诊人次、住院人次等诊疗量相匹配，并与采集的标本量相适应，避免采集数量明显超出检测能力导致的标本积压、标本失效、检测结果反馈迟缓等问题。

（2）各医疗机构在采集标本时，要根据不同采集对象设置不同的采样区域，将发热患者与其他患者、“愿检尽检”人群分区采样，避免交叉感染。

（3）标本采集应当在满足本机构发热门诊、住院患者、陪护人员及院内职工的检测需求基础上，进一步保障其他重点人群“应检尽检”和一般人群“愿检尽检”的要求。

2. 采样点设置

医疗机构设置新冠病毒采样点应当遵循安全、科学、便民的原则。采样点应当为独立空间，具备通风条件，内部划分相应的清洁区和污染区，配备手卫生设施或装置。采样点需设立清晰的指引标识，并明确采样流程和注意事项。设立独立的等候区域，尽可能保证人员单向流动，落实“1米线”间隔要求，严控人员密度。

3. 人员配置及防护要求

每个采样点应当配备名采样人员。合理安排采样人员轮替，原则上每2-4小时轮岗休息1次。采样人员防护装备要求：N95及以上防护口罩护目镜、防护服、乳胶手套、防水靴套；如果接触患者血液、体液、分泌物或排泄物，戴双层乳胶手套;手套被污染时，及时更换外层乳胶手套。每采一个人应当进行严格手消毒或更换手套。

4.采样流程

各医疗机构应当建立新冠病毒核酸检测采样操作流程制度，根据采样对象类别确定具体采样流程，包括预约、缴费、信息核对、采样、送检、报告发放等。应当利用条码扫描等信息化手段采集受检者信息。标本采集前，采样人员应当对受检者身份信息进行核对，并在公共区域以信息公告形式告知核酸检测报告发放时限和发放方式。每个标本应当至少记录以下信息：1.受检者(患者)姓名、身份证号、居住地址、联系方式：2.采样单位名称、标本编号，标本采集的日期、时间、采集部位、类型、数量等。

5.采集方法

应当釆集呼吸道标本，包括上呼吸道标本(口咽拭子、鼻咽拭子等)或下呼吸道标本(呼吸道吸取物、支气管灌洗液、肺泡灌洗液、深咳痰液等)。其中，重症病例优先采集下呼吸道标本;根据临床需要可留取便标本。

（1）口咽拭子：被采集人员先用生理盐水漱口，采样人员将拭子放入无菌生理盐水中湿润(禁止将拭子放入病毒保存液中，避免抗生素引起过敏)，被采集人员头部微仰，嘴张并发“啊”音，露出两侧咽扁桃体，将拭子越过舌根，在被采集者两侧咽扁桃体稍微用力来回擦拭至少3次，然后再在咽后壁上下擦拭至少3次，将拭子头漫入含2~3m1病毒保存液(也可使用等渗盐溶液、组织培养液或磷酸盐缓冲液)的管中，尾部弃去，旋紧管盖

（2）鼻咽拭子：采样人员一手轻扶被采集人员的头部，一手执拭子贴鼻孔进入，沿下鼻道的底部向后缓缓深入，由于鼻道呈弧形，不可用力过猛，以免发生外伤出血。待拭子顶端到达鼻咽腔后壁时，轻轻旋转一周(如遇反射性咳嗽，应停留片刻)，然后缓缓取出拭子，将拭子头浸入含2~3m1病毒保存液的管中。

（3）深咳痰液：要求患者深咳后，将咳出的痰液收集于含3m1采样液的50m1螺口塑料管中。如果痰液未收集于采样液中，可在检测前，加入2~3m1采样液，或加入痰液等体积的痰消化液。可以采用痰液等体积的含1g/L蛋白酶K的磷酸盐缓冲液将痰液化。

（4）鼻咽或呼吸道抽取物：用与负压泵相连的收集器从鼻咽部抽取粘液或从气管抽取呼吸道分泌物。将收集器头部插入鼻腔或气管，接通负压，旋转收集器头部并缓慢退出，收集抽取的粘液，并用3m1采样液冲洗收集器1次(亦可用小儿导尿管接在50m1注射器上来替代收集器)。

（5）支气管灌洗液：将收集器头部从鼻孔或气管插口处插入气管(约30cm深处)，注入5m1生理盐水，接通负压，旋转收集器头部并缓慢退出。收集抽取的粘液，并用采样液冲洗收集器1次(亦可用小儿导尿管接在50m1注射器上来替代收集)。

（6）肺泡灌洗液：局部麻醉后将纤维支气管镜通过口或鼻经过咽部插入右肺中叶或左肺舌段的支管，将其顶端契入支气管分支开口，经气管活检孔缓缓加入灭菌生理盐水，每次30~50m1，总量100~250m1，不应超过300m1。

l 标本包装、交接、转运、接收

1. 所有标本应当放在大小适合的带螺旋盖内有垫圈、耐冷冻的标本采集管里，拧紧。容器外注明标本编号、种类、姓名及采样日期。将密闭后的标本放入大小合适的塑料袋内密封，每袋装一份标本。

2. 如果相应医疗机构同时处理一般患者，鉴于该病毒传染性较强，建议所有新冠标本转运箱要有统一特殊标识。

3. 采集者或辅助者将该标本加盖，确认不会洒出，装入密封袋。密封袋置于标本盒，注意保持直立不倒，标本盒封闭前消毒。标本盒置于标本转运箱。转运箱封闭前，须紫外消毒（如果不紧急）、喷雾消毒、外表面消毒。新冠标本要单独转运，不要和其他物品混杂。此处消毒液是有效氯浓度1 000 mg/L消毒液，或75%乙醇。不必过度包装。比如标本套好几层手套，或标本盒外套黄色垃圾袋，或转运箱外再加包装等。

4. 装箱这一步可以在转运者面前进行，完成交接。达成默契后，也可以一方单独进行。须进行双签字确认。

5. 转运者安全防护：工作服、医用帽、外科口罩、手套，有明确标识。将标本转运箱和相关信息（如申请单）安全运抵实验室。期间保持转运箱平稳，标本直立不倒，避免剧烈震荡、颠簸。转运者不要自行打开转运箱。

6. 转运期间如果发生意外，转运者不要自行处理转运箱。须联系接收地点说明情况，共同处理。

禁止气动系统转运标本。

7. 外部转运符合相关要求。送抵相应疾病预防控制中心(CDC)实验室之前，办理转运申请并获批准。转运者安全防护同前，资质符合CDC要求。司机佩戴外科口罩。不能让司机独自转运。转运者和司机事先要经过针对性培训、风险知情同意。专用车辆转运。如果经航空运输，则运输包装属于A类，并遵循相应法规管理。

8. 转运时限：标本采集后室温放置不超过4小时。如果需要长途运输标本，应采用干冰等制冷方式进行保存，严格按照相关规定包装运输。

9. 实验室接收人员：工作服、医用帽、医用外科口罩或N95口罩、乳胶手套。接收时，确认转运者标识，确认转运箱特殊标识。如果没有标识，拒收新冠标本。确认装箱前有消毒环节。如果确定没有消毒、不确定是否消毒、怀疑消毒不到位时，可于开箱瞬间，75%乙醇喷雾消毒。

10. 该标本属于高风险标本。标本接收人员的个人防护按采样人员防护装备执行。标本运送人员和接收人员对标本进行双签收。

11. 标本的保存：用于病毒分离和核酸检测的标本应当尽快进行检测，能在24小时内检测的标本可置于4℃保存；24小时内无法检测的标本则应置于-70℃或以下保存(如无-70℃保存条件，则于-20℃冰箱暂存)。应当设立专库或专柜单独保存标本。标本运送期间避免反复冻融。

12. 混检标本的采集、运输、接收和保存

（1）标本采集。混检标本主要运用于采集口咽拭子或鼻咽拭子。多名受检者(建议不超过5名)的单支拭子集中存放在一支含3m1采样液的采样管中用于核酸检测，尾部弃去，旋紧管盖。建议3名人员配合操作，1名人员进行釆样操作，1名人员负责手持采样管，在将完成采样操作之后的拭子放入采样管中时，动作应轻柔避免形成气溶胶，另一名人员负责记录标本信息及其他辅助操作。用于混合检测的采样管在装入1支拭子后到装下1支拭子前应旋紧管盖，避免因采样液溢撒造成采样环境的污染。注意避免采样过程中的交叉污染，落实一人一消毒。

（2）标本编号要求。混检标本编写唯一性标本编号，并登记受检者信息，确保混检标本编号与受检者之间可追溯、标本编号应在标本管外标注并在送检单上记录混检标本编号。

（3）标本的包装、运输、接收和保存要求同单检标本。

13.实验前安全要求：应使用0.2%含氯消毒剂或75%酒精进行桌面、台面及地面消毒。消毒液需每天新鲜配制，不超过24小时。转运至实验室的标本转运桶应在生物安全柜内开启。转运桶开启后，使用0.2%含氯消毒剂或75%酒精对转运桶内壁和标本采集密封袋进行喷洒消毒。取出标本采集管后应首先检查标本管外壁是否有破损、管口是否泄露或有管壁残留物。确认无渗漏后，推荐用0.2%含氯消毒剂喷洒擦拭消毒样品管外表面（此处不建议使用75%酒精，以免破坏样品标识）。如发现渗漏应立即用吸水纸覆盖，并喷洒有效氯含量为0.5%的含氯消毒剂进行消毒处理，不得对标本继续检测操作，做好标本不合格记录后需立即进行密封打包，压力蒸汽灭菌处理后销毁。

l 标本分拣、离心、送抵

1. 接收、分拣、离心疑似或确诊患者标本时，操作者须二级生物安全防护。特殊情况（如怀疑洒漏）时，升级为三级生物安全防护。从密封袋取出标本后，须紫外消毒，或75%乙醇喷雾消毒。

2. 标本离心时，开启通风设施（如果有），操作者不能远离离心机。如果疑似意外，比如离心过程有异常声响，则停止离心。改为三级生物安全防护后，停止离心30 min以上，小心开盖，75%乙醇喷雾消毒后进行处理。尽可能在生物安全柜中将离心管放入和取出转子。

3. 对全自动流水线设备配套的离心机，慎重使用。可与仪器相关技术人员沟通，获得避免气溶胶、喷溅的资料信息（如改变模式，降速运行，减少气溶胶发生），经过严格生物安全评估，确认可行后有效实施。同时配套通风、空气消毒等整体方案。

4. 标本离心无意外，离心停止10 min以上，开离心机盖喷雾消毒。按检测项目和工作分工，将标本送抵相应实验区操作台"未检标本处"。返回搜狐，查看更多