细胞病理技术中细胞固定的意义及固定方法是什么？

一、细胞固定

细胞固定是用各种方法使细胞内时的物质尽可能接近其存活状态时的形态、结构和位置的过程。固定是为了防止细胞自溶与腐败，防止细胞内的酶对蛋白质的分解作用，使细胞内的各种成分如蛋白质、脂肪、碳水化合物、酶类转变为不溶性物质，以保持原有的结构。在细胞涂片制片过程中，防止细胞退变是最关键的一步，其关系到能否对这些细胞做出正确的判断。一方面送检样本要尽可能的新鲜，另一方面制片完成后要迅速固定。 胸腔积液、腹腔积液、心包积液等样本，本身就是一种很好的细胞“培养基”，在室温下保存24~48h细胞退变并不明显；痰液中的黏液对脱落细胞的保存起到很好的保护作用，在密封的瓶、盒内保存时间可以更长，但对抗原、DNA检测有没有影响不确定。因此，如果需留置较长时间(>24h)以后才能制片的样本，则应该在样本中加入固定液或按说明书要求放入液基细胞制片固定液内。而针吸细胞必须在穿出后立即制片、固定。各种未固定的冲洗液、灌洗液等样本，人为加入了生理盐水或其他液体，导致细胞肿胀、退变以及细菌大量繁殖，必须立即制片；同样，尿液、脑脊液、囊肿穿刺液等样本也应该及时制片。

一张质量合格的细胞涂片，必须能够清楚地展现细胞的核膜、核仁、染色质和完整的细胞形态与结构。引起细胞退变的最主要原因并非送检时间长，而是在制片过程中产生的，如在细胞涂片时，若细胞干燥，可以在几秒钟内引起细胞退变。因此，涂片后的快速固定是细胞学制片的关键；同时，在细胞染色过程中若涂片干燥，如固定后干燥、染色完成后吹干、烤干后封片，都会引起细胞的退变，只是条件不同，退变的程度也不相同。

(一)干固定法

干固定法就是让涂片自然风干、吹干或加热干燥的固定方法，这个方法适用于瑞氏、姬姆萨和一些快速染色法，以及需要观察的特殊样本，如结晶体。然而，用于HE染色或巴氏染色时，干固定的样本细胞形态表现为高度肿胀、退变，在判读时容易被误诊。因此，一般不赞成在常规细胞学检查时是使用干固定法。当细胞量特别少时，如尿液、关节腔液、脑脊液等离心后看不到沉淀物，只能吸出极少量液体涂片，需要加热干燥，温度控制在60~80℃，在涂片上有液体的情况下高温干燥可以导致细胞收缩，但会减少细胞的退变；过低的温度加热由于干燥时间延长而加快了细胞的退变。

(二)湿固定法

湿固定法是指将获得的细胞在完成制片后(细胞还处于湿润状态)，立即放入醇性固定液(95%乙醇、95%乙醇冰乙酸液、甲醇、甲醇冰乙酸液、乙醚乙醇液等)内固定的方法。这种方法是目前最好的固定方法，可以完好地保存细胞内的各种结构和形态，对于正确认识各种细胞的性质，减少细胞学的误诊有很大的帮助。

细胞固定20~30min后，直接从固定液内拿出并放入染色液中染色，无需水洗(水洗容易使细胞脱落)。如果需要拿至其他单位染色，可让其自然风干(经干燥处理的载玻片，在染色之前必须先浸入醇性固定液内再处理15~20min)，之后才能进行染色，并且会有一定程度的细胞退变。

湿固定后的固定液，每次使用后应及时更换，防止脱落的细胞污染再次放入的涂片。在固定和染色时，应该将痰与其他样本分开固定、分开染色，不使用同一缸苏木色精、曙红染液和脱水液(或在使用前过滤)，因为痰样本很容易从固定液、染液、脱水液中吸附从其他样本中脱落的细胞，特别是肿瘤细胞，造成人为的污染，导致误诊。

若样本不能及时处理，如远途运送、需等待数天后才能制片，需经特殊的方法处理：如在一两天时间内，胸腔积液、腹腔积液、心包积液等可存放在4℃冰箱冷藏而无须加固定剂；如须放置时间较长，在胸腔积液、腹腔积液、心包积液、尿液、脑脊液、痰等样本内加入 50%等量乙醇，或以样本量为基数，以9：1的量加入甲醛溶液。

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